Close

Луб'яні та технічні культури

 Випуск 6 (11), 2018

ISSN 2307–6429

DOI: 10.48096/btc.2018.6(11).21-28

ІНДУКЦІЯ КАЛУСОГЕНЕЗУ В ТЕХНІЧНИХ (ПРОМИСЛОВИХ) КОНОПЕЛЬ В УМОВАХ IN VITRO

Міщенко С.В., кандидат сільськогосподарських наук, старший науковий співробітник

ІНСТИТУТ ЛУБ’ЯНИХ КУЛЬТУР НААН



Анотація

Розроблено окремі елементи методики введення конопель в культуру in vitro. Найкращим варіантом для індукції калусогенезу у технічних (промислових) конопель серед досліджуваних генотипів в умовах in vitro є середовище Мурасіге і Скуга з додаванням 0,5 або 0,3 мг/л 2,4-D, 0,3 мг/л KIN, 0,5 мг/л GA3, вітамінів В1, В6, С і 30 г/л сахарози. У даному варіанті частота калусогенезу становила 88,5–100,0%, утворення калусів зеленого кольору з меристематичними зонами спостерігали у 73,1–76,5% гіпокотильних сегментів, а в поодиноких випадках відбувався й органогенез (утворення пагонів).

Ключові слова:

промислові коноплі, in vitro, сорт, фітогармони

Мова:

Ukrainian

Повний текст:

PDF  21-28 (Ukrainian)

References:

1. Musiienko M. M. & Paniuta O. O. (2005). Biotekhnolohiia roslyn. Kyiv, 2005. 114 s. (ukr)
2. Lata H., Chandra S., Techen N. et al. (2016) In vitro mass propagation of Cannabis sativa L.: A protocol refinement using novel aromatic cytokinin meta-topolin and the assessment of eco-physiological, biochemical and genetic fidelity of micropropagated plants. Journal of Applied Research on Medicinal and Aromatic Plants. 2016. Vol. 3, Iss. 1. P. 18–26. DOI: 10.1016/j.jarmap.2015.12.001
3. Lata H., Chandra S., Khan I. et al. (2009) Thidiazuron-induced high-frequency direct shoot organogenesis of Cannabis sativa L. In Vitro Cellular & Developmental Biology-Plant. Vol. 45, Iss. 1. P. 12–19. DOI: 10.1007/s11627-008-9167-5
4. Grulichova M., Mendel P., Lalge A. B. et al. (2017) Effect of different phytohormones on growth and development of micropropagated Cannabis sativa L. MendelNet: Proceedings of 24th International PhD Students Conference (November 8 and 9, 2017, Brno, Czech Republic). P. 618–623.
5. Wróbel T., Dreger M., Wielgus K. et al. (2018) The application of plant in vitro cultures in cannabinoid production. Biotechnology Lettes. Vol. 40, Iss. 3. P. 445–454. DOI: 10.1007/s10529-017-2492-1
6. Wielgus K., Luwanska A., Lassocinski W. et al. (2008) Estimation of Cannabis sativa L. tissue culture conditions essential for callus induction and plant regeneration. Journal of Natural Fibers. Vol. 5, Iss. 3. P. 199–207. DOI: 10.1080/15440470801976045
7. Ślusarkiewicz-Jarzina A., Ponitka A. & Kaczmarek Z. (2005) Influence of cultivar, explant source and plant growth regulator on callus induction and plant regeneration of Cannabis sativa L. Acta Biologica Cracoviensia. Series Botanica. Vol. 47, Iss. 2. P. 145–151.
8. Thacker X., Thomas K., Fuller M. et al. (20018) Determination of optimal hormone and mineral salts levels in tissue culture media for callus induction and growth of industrial hemp (Cannabis sativa L.). Agricultural Sciences. Vol. 09, Iss. 10. P. 1250–1268. DOI: 10.4236/as.2018.910088
9. Chaohua C., Gonggu Z. & Lining Z. et al. (2016) A rapid shoot regeneration protocol from the cotyledons of hemp (Cannabis sativa L.). Industrial Crops and Products. Vol. 83. P. 61–65. DOI: 10.1016/j.indcrop.2015.12.035
10. Zwenger S. R. (2014) The biotechnology of Cannabis sativa. New York. 249 p.
11. Murashige T. & Skoog F. (1962) A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum. Vol. 15, Iss. 3. P. 473–497. DOI: 10.1111/j.1399‑3054.1962.tb08052.x
12. Gamborg O. L. & Eveleigh D. E. (1968) Culture methods and detection of glucanases in suspension cultures of wheat and barley. Canadian Journal of Biochemistry. Vol. 46, Iss. 5. P. 417–421.
13. White P. R. (1943) A handbook of plant tissue culture. New York. 277 p.

Published:

November 2018

Online:

02.03.2020